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電穿孔介導外源基因轉染大鼠肌衛星細胞可行性研究

更新時間:2025-03-08      點擊次數:282


摘要

通過威尼德電穿孔儀優化轉染參數,實現外源基因高效導入大鼠肌衛星細胞。實驗結果顯示,電穿孔電壓260 V、脈沖時長5 ms時轉染效率達68.5%,細胞存活率>80%。Western blot證實目的蛋白穩定表達,表明該方法具有可行性,為肌肉再生研究提供技術支持。

引言

骨骼肌損傷修復依賴肌衛星細胞的增殖與分化能力,而基因編輯技術是調控其功能的重要手段。傳統化學轉染法存在效率低、細胞毒性強等問題,病毒載體則伴隨生物安全風險。電穿孔技術通過瞬時電場改變細胞膜通透性,具有操作簡便、適用范圍廣的特點,但其在肌衛星細胞中的轉染參數尚未系統優化。

研究以原代大鼠肌衛星細胞為模型,利用威尼德電穿孔儀探索最佳轉染條件,結合分子生物學手段驗證外源基因表達效率,為后續功能研究奠定基礎。

一、材料與方法

1. 細胞分離與培養

8周齡SD大鼠后肢骨骼肌,經膠原酶/分散酶(某試劑)消化后,采用差速貼壁法純化肌衛星細胞。細胞接種于含15%胎牛血清(某試劑)、1%雙抗的DMEM培養基,于37℃、5% CO?條件下擴增至第3代用于實驗。

2. 質粒構建與驗證

采用pEGFP-N1質粒(某試劑)作為報告基因載體,經威尼德紫外交聯儀(紫外線強度3000 μJ/cm2)進行線性化處理。通過1%瓊脂糖凝膠電泳及Nanodrop(某試劑)檢測質粒濃度與純度(A260/A280=1.8-2.0)。

3. 電穿孔參數優化

1×10?細胞與10 μg質粒混合于電轉杯,使用威尼德電穿孔儀進行梯度實驗:

電壓組:200 V、240 V、260 V、280 V

脈沖時長組:3 ms、5 ms、7 ms

脈沖次數:單次與雙次脈沖對比

轉染后細胞立即轉移至預溫培養基,24 h后觀察熒光表達。

4. 檢測方法

流式細胞術:收集轉染48 h細胞,使用BD FACSCalibur分析EGFP陽性率。

細胞活性檢測CCK-8試劑(某試劑)測定轉染后24 h、48 h存活率。

Western blotRIPA裂解液(某試劑)提取總蛋白,經10% SDS-PAGE分離后轉膜,Anti-GFP抗體(某試劑)檢測目的蛋白表達。

結果

1. 參數優化結果
260 V/5 ms單脈沖條件下,流式檢測轉染效率達68.5±3.2%,顯著高于其他組(P<0.01)。雙脈沖雖可提升至72.1%,但細胞存活率降至68.3%。280 V組出現明顯細胞聚集死亡現象。

2. 細胞活性分析
CCK-8結果顯示,260 V組轉染后24 h存活率為82.4±2.1%,48 h恢復至89.7%,表明電穿孔引起的膜損傷可快速修復。

3. 蛋白表達驗證
Western blot在48 h樣本中檢測到28 kDa清晰條帶,灰度分析顯示表達量隨時間遞增,72 h達到峰值。免疫熒光顯示EGFP均勻分布于細胞質,核周區域富集。

討論

本研究系統闡明電穿孔參數對大鼠肌衛星細胞轉染效率的影響機制:260 V電場強度可有效克服肌細胞膜高電阻特性,而5 ms脈沖時長平衡了質粒導入與膜結構穩定性。與傳統脂質體轉染(效率<30%)相比,電穿孔顯著提升外源基因表達量,且避免殘留載體干擾。值得注意的是,肌衛星細胞處于靜息狀態時膜膽固醇含量較高,可能影響電穿孔效率,后續研究可聯合去膽固醇預處理進一步優化。

結論

威尼德電穿孔儀在260 V/5 ms參數下可實現大鼠肌衛星細胞高效、低損傷轉染,EGFP表達穩定持續72 h以上。該方法克服了肌肉細胞轉染難題,為基因治療肌肉性疾病提供了可靠技術路徑。

參考文獻

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